DERMATOPHITOS

INTRODUCCIÓN

Las infecciones denominadas Tiñas son ocasionadas por hongos que invaden estructuras queratinizadas. Distintas especies de los dos géneros Trichophyton y Microsporum causan las tiñas de los animales domésticos.

Bovinos: Trichophyton verrucosum y Trichophyton mnetagrophytes. No se produce fluorescencia a la luz a la lámpara de Wood con estas especies de Trichophyton.

Perros y gatos: Microsporum canis y Trichophyton mentagrophytes. Muy raramente, Microsporum disortum.

Caballos: Trichophyton equinum y Microsporum canis. No se obseva fluoresciencia en ninguna de estas lesiones del caballo.

Las lesiones que se producen por infecciones de Trichophyton se caracterizan por la formación de una gruesa escara. Cuando este se arranca queda una zona desnuda y húmeda. Con Microporum se observa una perdida de pelo irregular.

Aves: Trichophuton gallinarum causa una rara enfermedad llamada favus donde se afectan la cresta, cabeza y zonas plumosas del cuerpo.

Cerdos: Trichophyton mentagrophytes, Microsporum nanum, Microsporum audouni

OBJETIVOS

Realizar toma de muestra de lesiones producidas por dematophytos

Realizar siembra de muestras en medios aporpiados

Realizar examen directo al microscopio

Observar las lesiones a través de la lámpara de luz ultravioleta o lámpara de Wood.

MATERIALES

1.      Animales domésticos afectados por dermatophytos

2.      Portaobjetos

3.      Cubreobjetos

4.      Guantes de latex

5.      Pinzas estériles

6.      Escalpelo estéril

7.      Agar micosel en platos

8.      Agar sabboraud en platos

9.      Algodón

10.  Azul de lactofeno

11.  Alcohol al 70%.

PROCEDIMIENTO

1.      Examen a través de la lámpara de Wood:

v  Las lámparas de Wood sirven para proporcionar la longitud de onda ultravioleta requerida.

v  Con la ayuda de pinzas y escalpelo obtener cabellos y tejidos del borde de las lesiones y depositarlas en una caja  o plato estéril

v  Examinar su fluorescencia bajo la lámpara de Wood.

v  Los materiales se examinan en la oscuridad, auqellos afectados por el género de Microsporum son fluorscentes  a la lux ultravioleta.

2.      Examen directo

v  Del material obtenido deposite muestras en portaobjetos limpios.

v  Deposite unas gotas de KOH al 10% o azul de lactofenol.

v  Cubrir con cubreobjetos

v  No debe olvidarse que existen un a variedad de sustancia fluorescentes que abrcan ciertos fármacos, queratina, `parafina y porfirina.

3.      cultivo y aislamiento

v  limpiar con alcohol al 70% el borde de la lesión para evitar contaminación bacteriana.

v  Raspar con bisturí estéril del borde de las lesiones

v  Sembrar en el agar profundamente

v  Incubar a temperatura ambiente, de dos a tres emanas.

RESULTADOS Y OBSERVACIONES

CONTROL DE POBLACIONES MICROBIANAS

INTRODUCCIÓN

En la práctica de la Medicina Veterinaria es sumamente importante el conocimiento de los métodos para controlar las poblaciones microbianas ya que en base a éstos conocimientos seremos capaces de tomar medidas adecuadas para disminuir los riesgos de transmisión de las enfermedades infecciosas.

El control efectivo de las poblaciones de microorganismos dependerá tanto del método a emplear como de las características del microorganismo blanco, ya que las distintas especies de microorganismos difieren en su susceptibilidad a la destrucción por los agentes físicos.

  La esterilización o la destrucción completa de todos los gérmenes al contacto con el agente esterilizante se distingue de la desinfección o destrucción incompleta de los gérmenes al contacto con el agente aseptizante.  Cuando se efectúa experimentalmente la desinfección o la esterilización de la población microbiana contenida en un medio, se constata que el agente empleado a intensidad constante no mata en el mismo tiempo a todos los gérmenes por lo que podemos concluir que el tiempo de exposición de un factor que determina la efectividad del agente.

Esterilización: en el laboratorio se utiliza principalmente los métodos de esterilización por calor tales como el calor húmedo, calor seco y la tindalización. La filtración es un método que se debe utilizar cuando el aplicar calor no se recomiende.

Desinfección: la desinfección se utiliza en el Laboratorio de bacteriología para evitar la contaminación del personal, así como en los quirófanos y salas de hospitales y clínicas. La desinfección puede realizarse a través de radiaciones, gases y productos químicos.

OBJETIVOS

1.      Observar el efecto del calor y frío sobre las bacterias esporuladas y no esporuladas.

2.      Observar la reacción de los rayos ultravioleta sobre las bacterias esporuladas y no esporuladas.

3.      Demostrar el efecto que poseen diferentes desinfectantes sobre la bacteria.

4.      Comparar la eficacia de varios desinfectantes sobre las bacterias.

5.      Demostrar la acción bacteriostática de ciertos colorantes sobre las bacterias.

MATERIALES

1.      Desinfectantes y antisépticos: yodo, Hipoclorito, alcohol 95%, Clorhexidina, amonio cuaternario

2.      Caldos nutritivos BHI.

3.      Solución salina estéril en tubos.

4.      Tubos con 20ml de BHI agar estéril.

5.      Soluciones de violeta cristal

6.      Platos Petri estériles.

7.      Baño maría

8.      Pipetas estériles.

9.      Platos con agar nutritivo

10.  Cámara con lámpara de luz ultravioleta.

11.  Cultivos en caldos de 24horas de, Echerichia coli.

12.  Cultivos en caldos de 48 horas de Bacillus subtilis,

PROCEDIMIENTO

1.      Realice diluciones 1:10, 1:100 y 1:1000, de cada uno de los desinfectantes y antisépticos Utilizando una pipeta estéril agregue 0.5ml de cultivo de cada una de las bacterias en los diferentes tubos con las diluciones. Rotule y mezcle cuidadosamente.

2.      A intervalos de 5 y 10 minutos transfiera 0.5ml de cada dilución a tubos de con caldo BHI. Rotule cada tubo adecuadamente.

3.      Incube a 37°C por 24 horas.

LOS CALDOS INOCULADOS CON MICROORGANISMOS QUE NO RESISTIERON LA ACCIÓN DE LOS DESINFECTANTES NO MOSTRARÁN CRECIMIENTO, OBSERVÁNDOSE CLAROS Y LIMPIOS.

AQUELLOS INOCULADOS CON MICROORGANISMOS QUE RESISTIERON LA ACCIÓN DE LOS DESIFECTANTES SE OBSERVARÁN TURBIOS DEBIDO AL CRECIMIENTO BACTERIANO.

4.      Coloque en baño maría caldos de bacterias esporuladas así como de bacterias no esporuladas.

5.      Pasados 5 min de baño maría transfiera 0.5 ml del caldo a un tubo con  caldo BHI

6.      Repita el procedimiento a los 5 min y a los 10 min.

7.      Rotule adecuadamente cada tubo e incube a 37°C por 24 horas.

PASADO EL PERÍODO DE INCUBACIÓN OBSEVE EL CRECIMIENTO DE CADA BACTERIA EXPUESTA A LOS DIFERENTES AGENTES FÍSICOS A DIFERENTES PERÍODOS DE TIEMPO.

8.      Inocule por duplicado a través del método de estrías platos de agar nutritivo con los siguientes microorganismos, Bacillus subtilis, Echerichia coli.

9.      Introduzca los platos en una cámara con luz ultravioleta.

10.  Como cada bacteria ha sido sembrada por duplicado, retire la tapa de una de cada bacteria. De forma tal que cada bacteria quedará expuesta y también no expuesta a los rayos ultravioleta.

11.  Encienda la luz por 5 minutos.

12.  Incube los platos a 37°C por 24 horas.

CONTESTE LAS SIGUIENTES PREGUNTAS

1.      Explique la diferencia entre esterilización y desinfección.

2.      Explique la diferencia entre desinfectante y antiséptico.

3.      Defina los siguientes conceptos: acción bacteriostática, acción bactericida, limpieza y desinfección.

4.      Mencione las diferencias entre las formas vegetativas de las bacterias y las formas esporuladas. Diga qué importancia tiene al escoger el agente desinfectante adecuado.

RESULTADOS Y OBSERVACIONES

Agentes químicos

Tiempo de exposición	Amonio cuaternario	Alcohol 70%	Yodo	Clorhexidina	Hipoclorito
5min
10min

Calor Húmedo

Agente y tiempo de exposición	Microorganismo No esporulado	Microorganismo Esporulado
Baño maría 5 min
Baño maría 10 min

Radiaciones

Luz Ultravioleta
Exposición Directa
Exposición indirecta

HEMÓLISIS Y PRUEBAS DE CAMP

INTRODUCCIÓN

La actividad hemolítica de una bacteria está determinada por su capacidad de producir hemolisinas. Las hemolisinas actualmente conocidas como: alfa, beta, delta y gamma, cada una con sus propias características bioquímicas, antigénicas y efectos muy variables sobre la pared de los eritrocitos de las diferentes especies como podemos ver en la siguiente tabla:

HEMOLISINA	ONSERVACIÓN DE LA HEMÓLISIS QUE PRODUCE	TIPO DE HEMÓLISIS	ESPECIES AFECTADAS	ESPECIES NO AFECTADAS
α	Zona con ligera o pronunciada coloración verde rodeando la colonia	COMPLETA	Ovejas Conejo Vaca	Caballos Humanos Gallinas
β	Zona clara alrededor de la colonia	INCOMPLETA Podría volverse completa luego de almacenada a 4° - 15°C	Ovejas Vacas	Conejos Gallinas Caballos
γ		COMPLETA	Amplio espectro de especies incluye, humanos, conejo, caballos y algunos peces
δ	No se observa cambios ( no hemólisis)	COMPLETA	Humanos Conejos Ovejos Cobayos

Los microorganismos con actividad hemolítica pueden producir un tipo de hemolisinas o combinación de ellas, por lo cual su capacidad hemolítica está directamente relacionada con la patogenicidad. El determinar el tipo de hemólisis que posee un microorganismo aislado es de gran valor diagnóstico y se recomienda para la preparación del agar sangre en los eritrocitos de bovino u ovino.

En el laboratorio de diagnóstico veterinario frecuentemente se realiza la prueba de CAMP, la cual tiene diferentes variantes, y se basa en la observación del tipo de hemólisis que la bacteria produce. Así podemos mencionar:

Ø  Prueba de CAMP para diferenciar Streptococcus causantes de mastitis.

Ø  Prueba de CAMP para diferenciar entre especies del género Corinebacterium

Ø  Prueba de CAMP para diferenciar entre especies del género Listeria

Ø  Prueba de CAMP para diferenciar Actinomyces

OBJETIVOS

1.      Observar la actividad hemolítica de las bacterias.

2.      Reconocer los diferentes tipos de hemólisis.

3.      Realizar e interpretar las pruebas de CAMP.

MATERIALES

1.      Platos de agar Sangre que muestren diferentes tipos de hemólisis.

2.      Platos de agar sangre del cordero al 5%.

3.      Cultivos de 48 horas de Actinomyces pyogenes y Actinomyces bovis.

4.      Cultivos de 24 horas de Staphylococcus aureus, Streptococcus agalactiae, Corynebacterium pseudotuberculosis, Corynebacterium renale.

PROCEDIMIENTO

1.      Observe detenidamente los platos suministrados por el profesor.

2.      Determine el tipo de hemólisis que observa en cada caso.

3.      Consulte y discuta con sus compañeros.

4.      Realice dibujos de sus observaciones.

5.      Inocule platos de agar sangre de cordero al 5% como se muestra en los diagramas para cada prueba.

6.      Incube a 37°C por 24 horas

7.      Reporte sus resultados.

8.      Realice dibujos de sus resultados.